employee
Minsk, Belarus
Minsk, Belarus
Introduction. Sprouted grain can cause food poisoning, since inappropriate conditions can promote the growth of pathogenic microorganisms on the grain surface. As a result, products of long-term storage use thermally-treated sprouted grain, the parameters of which depend on the initial bacteria content. There are different ways to reduce bacterial contamination of sprouted grain, each of which has its own advantages and disadvantages. Natural substances with antimicrobial properties, such as medicinal herbs, can serve as decontaminators. However, no scientific research has been performed so far to determine the exact temperature of grain sprouting to minimize its microbiological contamination. The research objective was to investigate the effect of antimicrobial agents and sprouting conditions on the microflora of wheat and buckwheat grain. Study objects and methods. The study featured wheat grain and green buckwheat grain. A set of experiments was performed to define the effect of antimicrobial agents and sprouting conditions on the quantity of mesophilic aerobic and facultative anaerobic microorganisms (QMAFAnM), molds, and yeasts. During sprouting at 10–30°C for 90 h, the grain was irrigated with distilled water, potassium permanganate solution (KMnO4), calendula infusion, and celandine i nfusion. QMAFAnM and the count of molds and yeasts were determined by standard methods; the qualitative analysis of the microflora was based on their morphological and cultural characteristics. Results and discussion. Microflora development during sprouting of wheat and buckwheat grains was controlled by selecting appropriate conditions and grain treatment methods. The herbal infusions for sprouting reduced the total microbial insemination of grain during sprouting by 52–68%; the calendula infusion reduced the contamination with molds by 47–51%, yeasts – by 100%. Conclusion. The research revealed the total microbial count and the count of mold and yeast colonies in dry sprouted grain. The optimal temperature of sprouting wheat and buckwheat was 20 ± 2°C in the infusion of medicinal herbs: it minimized the microflora of sprouted grain and reduced the sprouting time to 46 h. Calendula infusion could be recommended for commercial use in order reduce the microbiological contamination of sprouted grain. The initial microbial population of the product was found to affect the mode of heat treatment in long-term storage products.
Grain, microflora, molds, yeast, sprouting, calendula, celandine
Введение
Новым направлением в пищевой промышленности
является производство консервов из пророщенного
зерна злаковых культур и гречихи методом
тепловой обработки. Такой метод обеспечивает
безопасность готовых продуктов и позволяет
расширить область использования зерновых
продуктов, в том числе в сочетании с фруктами
и овощами. Возникающий интерес потребителей
к пророщенным зернам злаковых культур связан
с повышением пищевой ценности, улучшением
вкусовых свойств зерна и снижением риска
возникновения хронических заболеваний при их
употреблении. Учеными проводятся исследования
по влиянию процесса проращивания на безопасность
пророщенного зерна, пищевую ценность, содержание
функциональных ингредиентов и на здоровье
человека при систематическом употреблении [1].
Зерновые культуры и гречиха содержат сложную
микрофлору, которая активно развивается во время
проращивания. Поэтому актуальным является
проведение исследований по изучению влияния
условий проращивания на изменение микрофлоры
как фактора безопасности пищевых продуктов из
пророщенного зерна. Учеными разных стран подробно
изучено влияние микробной активности на аспекты
микробиологической безопасности и качества
зерна [2–5]. Микрофлора зерна сосредоточена во
внешних слоях зерна и внутри зародыша [6, 7].
Разнообразные микробные колонии существуют
на зерне, включая бактерии, дрожжи и плесневые
грибы. Процесс замачивания является важным
этапом с точки зрения безопасности, поскольку
вызывает размножение микроорганизмов, которое
продолжается при проращивании зерна. Бактерии
и дрожжи быстро растут, развивается плесневой
мицелий и в это же время активируются
споры. Жизнеспособное количество бактерий и
дрожжей достигает максимального количества
во время проращивания [2, 8, 9]. Некоторые из
микроорганизмов, присутствующие в зерновых
культурах, представляют собой потенциальную
опасность, особенно плесени видов Fusarium. Это
связано с продуцирование микотоксинов, токсичных
для человека [7, 10, 11].
Учеными проводятся эксперименты по снижению
уровня микробиологического загрязнения в
процессах замачивания и проращивания зерна с
105–107 до 102–104 КОЕ/г, т. к. продукты с таким
количеством мезофильных аэробных и факультативно-
анаэробных микроорганизмов (далее КМАФАнМ)
считаются безопасными для употребления в пищу
человеком [6, 12–14]. Основным аспектом снижения
микробиологической обсемененности пророщенного
зерна является способ его обработки. Для снижения
микрофлоры зерна перед проращиванием проводится
гамма-облучение и химическая обработка злако-
вых культур [2, 15]. Для ограничения роста
микроорганизмов поверхность зерна обрабатывается
во время первого этапа замачивания или последнего
microorganisms on the grain surface. As a result, products of long-term storage use thermally-treated sprouted grain, the
parameters of which depend on the initial bacteria content. There are different ways to reduce bacterial contamination of
sprouted grain, each of which has its own advantages and disadvantages. Natural substances with antimicrobial properties, such
as medicinal herbs, can serve as decontaminators. However, no scientific research has been performed so far to determine the
exact temperature of grain sprouting to minimize its microbiological contamination. The research objective was to investigate
the effect of antimicrobial agents and sprouting conditions on the microflora of wheat and buckwheat grain.
Study objects and methods. The study featured wheat grain and green buckwheat grain. A set of experiments was performed
to define the effect of antimicrobial agents and sprouting conditions on the quantity of mesophilic aerobic and facultative
anaerobic microorganisms (QMAFAnM), molds, and yeasts. During sprouting at 10–30°C for 90 h, the grain was irrigated
with distilled water, potassium permanganate solution (KMnO4), calendula infusion, and celandine infusion. QMAFAnM and
the count of molds and yeasts were determined by standard methods; the qualitative analysis of the microflora was based on
their morphological and cultural characteristics.
Results and discussion. Microflora development during sprouting of wheat and buckwheat grains was controlled by selecting
appropriate conditions and grain treatment methods. The herbal infusions for sprouting reduced the total microbial insemination
of grain during sprouting by 52–68%; the calendula infusion reduced the contamination with molds by 47–51%, yeasts –
by 100%.
Conclusion. The research revealed the total microbial count and the count of mold and yeast colonies in dry sprouted grain.
The optimal temperature of sprouting wheat and buckwheat was 20 ± 2°C in the infusion of medicinal herbs: it minimized the
microflora of sprouted grain and reduced the sprouting time to 46 h. Calendula infusion could be recommended for commercial
use in order reduce the microbiological contamination of sprouted grain. The initial microbial population of the product was
found to affect the mode of heat treatment in long-term storage products.
Keywords. Grain, microflora, molds, yeast, sprouting, calendula, celandine
For citation: Zenkova ML, Melnikova LA. Microbiological Assessment of Wheat and Buckwheat Sprouting Process. Food
Processing: Techniques and Technology. 2021;51(4):795–804. https://doi.org/10.21603/2074-9414-2021-4-795-804.
797
Зенькова М. Л. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2021. Т. 51. № 4 С. 795–804
этапа проращивания растворами неорганических
кислот, такими как серная, фосфорная или
хлорноватистая [2, 15]. Кроме того, микробная
активность во время проращивания может быть
ограничена контролем температуры проращивания,
т. к. относительно высокая температура проращива-
ния (25 °C и выше) приводит к увеличению
КМАФАнМ по сравнению с проращиванием при
15 °C [2, 16]. Из микробиологических параметров
при разработке режима тепловой обработки учиты-
вается видовой состав микрофлоры консерви-
руемого продукта и исходная обсемененность
продукта микроорганизмами. Так, при повышении
температуры замачивания и проращивания
количество микроорганизмов в проращиваемом
зерне увеличивается. Однако температура, при
которой рекомендуется проращивать зерно с целью
уменьшения продолжительности проращивания и
минимизации микробиологической обсемененности,
не установлена. Очевидно, что температурная
обработка, в том числе бланширование, может
снизить количество микроорганизмов в пророщенных
зернах в 10 раз [17]. Поэтому установление условий
и продолжительности проращивания зерна злаковых
культур и гречихи является важной и актуальной
задачей при разработке технологии продуктов
длительного хранения из пророщенного зерна.
Целью работы является изучение влияния
противомикробных средств и условий проращивания
на микрофлору зерен пшеницы и гречихи.
Объекты и методы исследования
Все эксперименты проводили в 2020 и 2021 гг.
в Белорусском государственном экономическом
университете на кафедре товароведения и экспертизы
товаров в лаборатории микробиологии в весенне-
летний период (май – июль). Для эксперимента
использовали:
– зерно мягкой пшеницы с влажностью 11,4 ± 0,5 %
и зерно зеленой гречихи с влажностью 12,0 ± 0,2 %;
– 0,01 % раствор перманганата калия (далее KMnO4),
который предварительно взвешивали и растворяли
в воде при температуре 40–45 °С;
– настои трав календулы лекарственной (Calendula
officinalis L.) (далее настой календулы) и чистотела
большого (Chelidonium majus L.) (далее настой
чистотела), которые готовили следующим обра-
зом: травы взвешивали, промывали и заливали
дистиллированной водой в соотношении на
1 часть соответствующей травы 50 частей воды с
температурой 60–65 °С, а затем настаивали в течение
30 мин. Настои трав кипятили 10 мин, отделяли
жидкую часть от твердой при помощи сита и
использовали для проведения эксперимента.
Энергию прорастания зерна пшеницы и гречихи
определяли по ГОСТ 10968-88.
На первом этапе эксперимента зерно
инспектировали, удаляя поврежденные, битые и
обесцвеченные зерна, промывали дистиллированной
водой и замачивали в предварительно продезинфи-
цированных этиловым спиртом пластиковых
контейнерах. Замачивание проводили в течение
6 ч в дистиллированной воде (первый образец,
контроль), растворе KMnO4 (второй образец), в настое
календулы (третий образец) и в настое чистотела
(четвертый образец), после чего жидкую часть сливали
с помощью сит.
На втором этапе зерно помещали в контейнеры
с перфорированным дном для проращивания и
каждые 6 ч орошали соответствующей жидкостью
(дистиллированная вода, 0,01 % раствор KMnO4,
настои календулы и чистотела) в количестве 1000 мл,
одновременно промывая зерно и перемешивая (рис. 1).
Зерно проращивали в течение 90 ч в термостатах
при температурах 10, 15, 20, 25 и 30 °С.
Рисунок 1. Процесс проращивания зерна
Figure 1. Grain sprouting process
798
Statsenko E.S. et al. Food Processing: Techniques and Technology, 2021, vol. 51, no. 4, pp. 795–804
В процессе проращивания пробы отбирали
каждые 3 ч по 50 ± 5 г для определения КМАФАнМ,
плесневых грибов и дрожжей в 1 г пророщенного
зерна пшеницы и гречихи. Для этого готовили
исходную суспензию и десятикратные разведения
по ГОСТ 26669-85. Образцы пророщенных зерен по
10 г помещали в стерильную фарфоровую ступку,
добавляли 90 мл пептонно-солевого раствора,
измельчали стерильным пестиком и использовали
для разведения и посева (рис. 2).
Для определения КМАФАнМ конечные
разведения параллельно вносили в две чашки
Петри, содержащие мясо-пептонный агар (МПА),
и инкубировали при 30 ± 1 °C в течение 72 ч в
аэробных условиях по ГОСТ 10444.15. Для
определения количества дрожжей и плесневых грибов
конечные разведения добавляли в чашки Петри,
содержащие среду Сабуро, и инкубировали при
25 ± 1 °C в течение пяти дней по ГОСТ 1044.12. По
результатам культивирования определяли численные
значения МАФАнМ по ГОСТ 26670-91, плесеней и
дрожжей по ГОСТ 1044.12. Качественный анализ
микрофлоры пророщенного зерна проводили по
морфологическим и культуральным характеристи-
кам [18]. Морфологические признаки микроорганизмов
(форма бактерий, наличие спор, типы соединения
клеток и их размер) изучали при прямой микроскопии
фиксированных препаратов, окрашенных по Граму.
При характеристике культуральных признаков
грибов учитывали окраску и характер мицелия,
форму, размеры, профиль, прозрачность, структуру,
консистенцию и поверхность грибных колоний,
выросших на чашках Петри.
Данные обрабатывали и анализировали с
использованием статистического программного
обеспечения Statistica от StatSoft.
Результаты и их обсуждение
Пророщенные зерновые культуры обычно
употребляются в сыром виде, что требует высокого
качества и безопасности продукта. Благодаря
оптимальному температурно-влажностному режиму
во время проращивания зерно находится в
хорошей среде для роста и развития, в том
числе микроорганизмов, что может повлиять на
микробиологические показатели и безопасность
конечного продукта. Промывание водой не удаляет
все микроорганизмы с поверхности пророщенных
зерен [16]. В работах американского ученого
V. H. Tournas указано, что чаще всего из пророщенных
зерен выделялись плесневые грибы Alternaria,
Cladosporium, Penicillium и Phoma [19].
В нашем исследовании мы определили
уровни МАФАнМ после 96 ч замачивания и
проращивания пшеницы в дистиллированной воде
при температурах от 10 до 30 °С с шагом в 5 °С.
В процессе проращивания зерна пшеницы при
разных температурах установлено, что требуемая
длина ростка 2,5 ± 0,5 мм (рис. 3) достигалась при
температуре 10 °С через 96 ч, при температуре
15 °С через 72, при температуре 20–25 °С через
38–48 ч, при температуре 30 °С через 32 ч [20].
Энергия прорастания зерна пшеницы и гречихи
составила 85–95 %.
Изменение количества микроорганизмов в
период проращивания при разных температурных
Рисунок 2. Схема приготовления разведений и посевов суспензии микрооргани змов
Figure 2. Dilutions and inoculations of suspension
799
Зенькова М. Л. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2021. Т. 51. № 4 С. 795–804
режимах представлено на рисунке 4, где показаны
линии уровня поверхности и цветовые метки с
разной интенсивностью цветов. Оптимальная
зона проращивания обозначена в центральном
эллипсе. По положению главных осей легко оценить
графически оптимальные значения температуры
и продолжительности проращивания, которые
приводят к наименьшему значению КМАФАнМ.
Так, при значении МАФАнМ не более 107 КОЕ/г
определены следующие параметры проращивания
зерна: температура 11–20 °С, продолжительность
12–46 ч.
Для снижения загрязнения зерновых культур
микроорганизмами учеными проводились иссле-
дования по удалению оболочек и сушке зерна,
использованию химической обработки и органических
кислот, по воздействию ионизирующего излучения,
озонирования, микроволн, плазмы, импульсного
УФ-света, по обработке фильтрованной водой,
содержащей 4 % этилового спирта, коллоидными
растворами серебра [21–28]. Также учеными
использовался экстракт зеленого чая в качестве
раствора для замачивания зерна вместо воды. Это
оказало влияние на процесс проращивания, в том
числе улучшило пищевую ценность пророщенного
зерна и повлияло на снижение количества
микроорганизмов в пророщенной пшенице [29].
Нами изучено влияние раствора KMnO4, настоя
календулы и настоя чистотела на микрофлору
пророщенного зерна пшеницы и гречихи при разных
параметрах проращивания. Раствор KMnO4 широко
используется в медицине как антисептическое
и дезинфицирующее средство. Повсеместное
распространение многих лекарственных растений,
их дешевизна и высокая физиологическая активность
комплекса биологически активных веществ делает
возможным использование лекарственных трав
в пищевой промышленности. Травы, которые
используются в медицине, имеют лечебные свойства,
Рисунок 3. Пророщенное зерно пшеницы
Figure 3. Sprouted wheat grain
Рисунок 4. Влияние температуры и продолжительности проращивания зерна пшеницы на КМАФАнМ, КОЕ/г
Figure 4. Effect of temperature and germination time of wheat grain on QMAFAnM, CFU/g
800
Statsenko E.S. et al. Food Processing: Techniques and Technology, 2021, vol. 51, no. 4, pp. 795–804
в том числе антимикробные [30, 31]. Изменение
количества микроорганизмов, в зависимости от вида
обеззараживающего раствора, используемого при
проращивании зерна, при температуре 20,0 ± 0,5 °С
в течение 46 ч представлено в таблице 1.
Исследование уровня микробной контаминации
сухих зерен пшеницы и гречихи показало, что они
были сильно обсеменены микроорганизмами – 1,8×106
и 4,0×106 КОЕ/г соответственно. Одновременно
отмечались признаки как бактериального, так и
грибного поражения.
Общее количество микроорганизмов в процессе
проращивания зерна пшеницы в воде увеличилось с
1,8×106 до 2,8×107 КОЕ/г, в процессе проращивания
зерна гречихи в воде – с 4,0×106 до 2,4×107 КОЕ/г.
Увлажнение зерна пшеницы и гречихи водой
способствовало размножению микроорганизмов
за счет увеличения численности бактерий.
Орошение образцов пшеницы и гречихи раствором
KMnO4 не привело к снижению микроорганизмов в
пророщенном зерне по сравнению с орошением водой.
Следует предположить, что концентрация раствора
KMnO4 была недостаточна для обеззараживания зерна
при проращивании.
Использование настоев лекарственных трав
для замачивания и проращивания зерна пшеницы
и гречихи снизило общую микробную обсемененность
зерен на 54–68 %. Замачивание зерна в настоях
лекарственных трав проводилось в соотношении на
1 часть зерна 1,5 частей настоя соответствующей травы.
Количество плесневых грибов в пшенице и гречихе
при замачивании и проращивании в настое календулы,
по сравнению с водой, снизилось на 47–51 %,
колоний дрожжей на 100 %.
Были проведены дополнительные исследования
по анализу состава микрофлоры зерна. Состав
микрофлоры зерна пшеницы и гречихи представлен
аэробными бактериями, плесневыми грибами
и дрожжами. Исследование морфологических
и культуральных свойств колоний, выросших
на поверхности МПА, показал наличие мелких
(от 1 до 2 мм) и средних (от 2 до 4 мм) колоний
округлой и овальной форм, белого, бледно-желтого
и серого цвета с гладкой и блестящей поверхностью.
Присутствовали точечные (менее 1 мм) анаэробные
колонии в толще питательной среды (рис. 5). В
результате исследований посевов на КМАФАнМ в
препаратах обнаружено преобладание единичных
грамположительных неспорообразующих палочек,
меньше кокковых форм, спорообразующих палочек
и единичные клетки дрожжей.
При дополнительном посеве на среду Сабуро
были получены колонии дрожжей и мицелиальных
грибов. При микроскопировании препаратов клетки
Таблица 1. Количественный состав микрофлоры в 1 г зерна пшеницы и гречихи при проращивании
в обеззараживающих растворах в течение 46 ч при температуре 20,0 ± 0,5 °С
Table 1. Quantitative composition of microflora in 1 g of wheat and buckwheat grain germinated
in disinfecting solutions for 46 h at 20.0 ± 0.5°С
Наименование сырья КМАФАнМ, КОЕ/г Плесени, КОЕ/г Дрожжи, КОЕ/г
Пшеница
Сухое зерно
Пророщенное зерно:
– воде
– в растворе KMnO4
– в настое календулы
– в настое чистотела
Гречиха
Сухое зерно
Пророщенное зерно:
– воде
– в растворе KMnO4
– в настое календулы
– в настое чистотела
1,8×106
4,8×107
4,9×107
1,9×107
2,2×107
4,0×106
5,0×107
5,3×107
1,6×107
2,4×107
2,0×101
3,0×101
3,1×101
1,6×101
2,0×101
3,0×101
3,9×101
3,8×101
1,9×101
2,7×101
1,0×101
5,0×101
5,2×101
не обнаружено
не обнаружено
2,4×102
3,6×102
3,4×102
не обнаружено
не обнаружено
Рисунок 5. Состав микрофлоры зерна пшеницы
при проращивании в воде, растущей на МПА
Figure 5. Microflora of wheat grain germinated in water
801
Зенькова М. Л. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2021. Т. 51. № 4 С. 795–804
дрожжей имели округлую форму, тонкую оболочку
и мелкозернистую цитоплазму. Выделенные
культуры плесневых грибов отличались большим
разнообразием. Диаметр колоний колебался от 0,5
до 3,0 см и более. Цветовая гамма колоний была
весьма разнообразной: белые, беловато-желтоватые,
желтые, оранжевые, зеленоватые, коричневые,
черные и сочетание многих оттенков. Встречались
колонии грибов то плоские и ровные, то складчатые
и бугристые, в некоторых случаях кратерообразные
или куполовыпуклые. Консистенция плотная, мягкая,
тестообразная или крошковатая. Поверхность
колоний у одних грибов гладкая и кожистая, у
других пушистая, бархатистая, ватообразная (рис. 6).
Одни штаммы глубоко внедрялись в плотную
питательную среду, образуя субстратный мицелий
и трудно отделялись, другие – наоборот. Такое
разнообразие колоний грибов определяется видовым
составом грибной микрофлоры зерен и лекарственных
растений.
Выводы
Микроорганизмы, присутствующие в злаковых
культурах и гречихе, влияют как на безопасность,
так и на качество и функциональные свойства
зерна. Некоторые плесени могут продуцировать
микотоксины и представлять серьезную опасность
для здоровья потребителей. Высокая температура
и высокая влажность при проращивании влияют на
увеличение микрофлоры в процессе проращивания.
Следовательно, важно минимизировать контаминацию
зерновых культур и гречихи в процессе проращивания,
чтобы обеспечить безопасность конечного продукта.
С этой целью определены оптимальные режимы
проращивания зерна (температура 11–20 °С,
продолжительность 12–46 ч) до длины ростка
2,5 ± 0,5 мм, при которых КМАФАнМ не превышает
107 КОЕ/г.
Для уменьшения развития микрофлоры в процессе
замачивания и проращивания зерна пшеницы и
гречихи использовали настои из лекарственных трав
календулы и чистотела. Обработка настоями из трав
снизила рост общего количества бактерий, дрожжей и
плесневых грибов в пророщенном зерна. Календула и
чистотел содержат флавоноиды, терпены, алкалоиды
и эфирное масло с высокой активностью против
широкого спектра микроорганизмов. В результате
настои из трав проявляют антимикробный эффект
во время проращивания. В связи с этим можно
уменьшить развитие микрофлоры зерна во время
проращивания и учесть обсемененность продукта
для расчета режима тепловой обработки при
проектировании продуктов длительного хранения.
Использование настоя из календулы является
эффективным и недорогим способом снижения
микробиологического загрязнения пророщенного
зерна.
Критерии авторства
М. Л. Зенькова – аналитический обзор источников
информации, разработка концепции эксперимента,
описание организации эксперимента, проведение
экспериментальных исследований, описание и анализ
полученных результатов, корректировка рукописи.
Л. А. Мельникова – организация эксперимента,
описание методов, проведение экспериментальных
Рисунок 6. Состав микрофлоры зерна гречихи и пшеницы растущей н а среде Сабуро при проращивании в воде
и настое лекарственных трав: a – состав микрофлоры зерна гречихи при проращивании в настое чи стотела;
b – состав микрофлоры зерна гречихи при проращивании в настое ка лендулы; c – состав микрофлоры зерна
пшеницы при проращивании в настое чистотела
Figure 6. Microflora of buckwheat and wheat grain growing on Sabouraud’s medium after germinating in water and infusion of medicinal
herbs: a – microflora of buckwheat grain germinated in celandine infusion; b – composition of the microflora of buckwheat grain
germinated in calendula infusion; c – microflora of wheat grain germinated in celandine infusion
802
Statsenko E.S. et al. Food Processing: Techniques and Technology, 2021, vol. 51, no. 4, pp. 795–804
исследований, анализ полученных результатов,
корректировка рукописи.
Конфликт интересов
Авторы заявляют об отсутствии конфликта
интересов.
Благодарность
Авторы выражают благодарность А. Л. Коха-
новской за помощь в оформлении рисунков
к статье.
1. Pagand J, Heirbaut P, Pierre A, Pareyt B. The magic and challenges of sprouted grains. Cereal Foods World. 2017;62(5):221-226. https://doi.org/10.1094/cfw-62-5-0221.
2. Noots I, Delcour JA, Michiels CW. From field barley to malt: Detection and specification of microbial activity for quality aspects. Critical Reviews in Microbiology. 1999;25(2):121-153. https://doi.org/10.1080/10408419991299257.
3. Aloo SO, Ofosu FK, Kilonzi SM, Shabbir U, Oh DH. Edible plant sprouts: Health benefits, trends, and opportunities for novel exploration. Nutrients. 2021;13(8). https://doi.org/10.3390/nu13082882.
4. Naumenko NV, Botvinnikova VV. Studying the risks of grain contamination with mycotoxins of toxigenic molds. Bulletin of the South Ural State University. Series: Food and Biotechnology. 2020;8(2):74-81. (In Russ.).
5. Sapunova LI, Tamkovich IA, Kulish SA, Yarkhova LV, Lobanok AG, Ourbanchik EN. Evaluation of microbiological indicators of wheat and pea seeds of Belarusian selection. Mikrobnye biotekhnologii: fundamentalʹnye i prikladnye aspekty: sbornik nauchnykh trudov [Microbial biotechnology: fundamental and applied aspects: collection of research papers]. Minsk: Belarusian Science; 2017. pp. 239-247. (In Russ.).
6. Berghofer LK, Hocking AD, Miskelly D, Jansson E. Microbiology of wheat and flour milling in Australia. International Journal of Food Microbiology. 2003;85(1-2):137-149. https://doi.org/10.1016/s0168-1605(02)00507-x.
7. Laca A, Mousia Z, Díaz M, Webb C, Pandiella SS. Distribution of microbial contamination within cereal grains. Journal of Food Engineering. 2006;72(4):332-338. https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2004.12.012.
8. Douglas PE, Flannigan B. A microbiological evaluation of barley malt production. Journal of the Institute of Brewing. 1988;94(2):85-88. https://doi.org/10.1002/j.2050-0416.1988.tb04562.x.
9. Berezhnaya OV, Dubtsov GG, Voyno LI. Wheat germ - an ingredient for food products. Food Industry. 2015;(5):26-29. (In Russ.).
10. Ovsyankina AV. Fusarium mycotoxins contaminants grain, and diseases of animals and man. Theory and practice of parasitic disease control. 2013;(14):281-284. (In Russ.).
11. Zain ME. Impact of mycotoxins on humans and animals. Journal of Saudi Chemical Society. 2011;15(2):129-144. https://doi.org/10.1016/j.jscs.2010.06.006.
12. Berezhnaya OV, Dubtsov GG, Voyno LI. Improving the microbiological safety of sprouted wheat grains. Food Industry. 2013;(6):28-29. (In Russ.).
13. Safronova TN, Kazina VV, Safronova KV. Development of technological parameters for wheat grain germination. Food Processing: Techniques and Technology. 2017;44(1):37-43. (In Russ.).
14. Mardar M, Stateva M, Yegorova A, Evdokimova G, Ustenko I, Masanski S. Microbiota of instant cereals and its change during storage. Food Science and Technology. 2019;13(1):114-121. https://doi.org/10.15673/fst.v13i1.1336.
15. Ramakrishna N, Lacey J, Smith JE. Effect of surface sterilization, fumigation and gamma irradiation on the microflora and germination of barley seeds. International Journal of Food Microbiology. 1991;13(1):47-54. https://doi.org/10.1016/0168-1605(91)90135-c.
16. Wilhelmson A, Oksman-Caldentey KM, Laitila A, Suortti T, Kaukovirta-Norja A, Poutanen K. Development of a germination process for producing high β-glucan, whole grain food ingredients from oat. Cereal Chemistry. 2001;78(6):715-720. https://doi.org/10.1094/cchem.2001.78.6.715.
17. Pauliuk AM, Moroz IV, Sapunova LI, Ourbantchik AM, Haldova MM. The choice of grain decontamination method for wheat seed germination. Novosti nauki v APK [Science news in the agro-industrial complex]. 2019;12(3):59-63. (In Russ.). https://doi.org/10.25930/2218-855X/014.3.12.2019.
18. Melʹnikova LA, Zabolotskaya TA. Osnovy mikrobiologii [Fundamentals of microbiology]. Minsk: Belarus State Economic University; 2017. 91 p. (In Russ.).
19. Tournas VH. Moulds and yeasts in fresh and minimally processed vegetables, and sprouts. International Journal of Food Microbiology. 2005;99(1):71-77. https://doi.org/10.1016/j.ijfoodmicro.2004.08.009.
20. Zenkova ML, Akulich AV, Melnikova LA, Timofeeva VN. Nutrient profile research of sprouted s oft wheat grain grown in Belarus. Storage and Processing of Farm Products. 2020;(3):58-68. (In Russ.). https://doi.org/10.36107/spfp.2020.339.
21. Los A, Ziuzina D, Bourke P. Current and future technologies for microbiological decontamination of cereal grains. Journal of Food Science. 2018;83(6):1484-1493. https://doi.org/10.1111/1750-3841.14181.
22. Park H, Puligundla P, Mok C. Cold plasma decontamination of brown rice: Impact on biochemical and sensory qualities of their corresponding seedlings and aqueous tea infusions. LWT. 2020;131. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2020.109508.
23. Gomboeva SV, Badmaeva II, Baldanov BB, Ranzhurov TV, Nikolaev EO. Effects of low-temperature plasma on plant products. Food Processing: Techniques and Technology. 2017;46(3):129-134. (In Russ.).
24. Khapre AP, Deshpande HW, Katke SD. A review on microbial contamination of Cereal grains. International Journal of Chemical Studies. 2020;8(3):1829-1832. https://doi.org/10.22271/chemi.2020.v8.i3y.9474.
25. Danilčenko H, Jariene E, Televičiute D, Suproniene S, Kulaitiene J, Tarasevičiene Ž, et al. Reduced microbiological contamination following irrigation of germinated seed for foods. Czech Journal of Food Sciences. 2018;36(2):139-145. https://doi.org/10.17221/267/2017-cjfs.
26. Suvorov OA, Volozhaninova SYu, Balandin GV, Frolova YuV, Kozlovskaya AE, Fokina EN, et al. Antibacterial effect of colloidal solutions of silver nanoparticles on microorganisms of cereal crops. Foods and Raw Materials. 2017;5(1):100-107. https://doi.org/10.21179/2308-4057-2017-1-100-107.
27. Pandiselvam R, Subhashini S, Banuu Priya EP, Kothakota A, Ramesh SV, Shahir S. Ozone based food preservation: a promising green technology for enhanced food safety. Ozone: Science and Engineering. 2019;41(1):17-34. https://doi.org/10.1080/01919512.2018.1490636.
28. Lukseviciute V, Luksiene Z. Inactivation of molds on the surface of wheat sprouts by chlorophyllin-chitosan coating in the presence of visible LED-based light. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 2020;202. https://doi.org/10.1016/j.jphotobiol.2019.111721.
29. Pakfetrat S, Amiri S, Radi M, Abedi E, Torri L. The influence of green tea extract as the steeping solution on nutritional and microbial characteristics of germinated wheat. Food Chemistry. 2020;332. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2020.127288.
30. WHO Monographs on Medicinal Plants Commonly Used in the Newly Independent States (NIS). Geneva: World Health Organization; 2010. 453 p. (In Russ.).
31. Mar’in AA, Kolomiets NE. Medicinal plants and biologically active substances with antifungal properties. Fundamental and Clinical Medicine. 2017;2(4):45-55. (In Russ.). https://doi.org/10.23946/2500-0764-2017-2-4-45-55.
