ВведениеСогласно данным Департамента ООН по эко-номическим и социальным вопросам к 2050 г.население планеты увеличится до 9,7 млрд человек [1].Снабжение продовольствием может стать серьезнойпроблемой в ближайшие годы. Это связано не толькос ростом населения, но и с уменьшением площадисельскохозяйственных угодий и деградацией имею-щихся земель в результате индустриализации [2, 3].Для удовлетворения постоянно растущего спроса752Milentyeva I.S. et al. Food Processing: Techniques and Technology. 2022;52(4):750–761на продукты питания необходимо обеспечитьустойчивость и продуктивность сельского хо-зяйства [4, 5].Абиотические и биотические стрессы сни-жают рост, урожайность и качество сельско-хозяйственных культур, что ежегодно приводитк экономическим потерям [6, 7]. Абиотическийстресс у растений вызывают различные факторы:засуха, засоление, экстремальные температурыи загрязняющие вещества (например, тяжелыеметаллы или пестициды) [8]. Многие из дан-ных факторов способствуют проявлению окис-лительного стресса. Такое состояние у растенийхарактеризуется повышенным содержанием в клеткахактивных форм кислорода [9].Окислительный стресс оказывает негативноевлияние на развитие растений. Если содержаниеактивных форм кислорода превышает уровень, ко-торый клетка может нейтрализовать, то нарушаетсяокислительно-восстановительный гомеостаз. Этоприводит к неконтролируемому окислению липи-дов, нуклеиновых кислот и белков, вызывая серьез-ные метаболические изменения в клетках [10, 11].Активные формы кислорода влияют на метаболизми рост растений такими способами, как замена ко-фактора фермента, ингибирование антиоксидант-ных ферментов и нарушение клеточного окис-лительно-восстановительного баланса [12]. В клет-ках растений существует система поглощениясвободных радикалов для защиты от окислительногоповреждения.Большинство активных форм кислорода спо-собно повреждать клетки. Однако некоторые изних могут быть полезны на определенных стадияхклеточного развития: деление и запрограммиро-ванная гибель клеток [12]. Также активные формыкислорода могут служить сигнатурными молеку-лами, необходимыми для контроля экспрессиигенов. В связи с этим для нормального роста и раз-вития растительные клетки должны использоватьмеханизмы для контроля и балансировки продук-ции активных форм кислорода. Механизмы должныбыть обусловлены не только антиоксидантнымиферментами (супероксиддисмутаза, пероксидазаи глутатионредуктаза), но и неферментативнымиантиоксидантами (например, глутатионом и проан-тоцианидином) [13, 14].Усилению окислительного стресса способствуетзасоление. Высокое содержание солей в почве можетвызывать перекисное окисление мембранных липидовза счет активации фермента липоксигеназы, которыйявляется важным фактором ингибирования ростарастений [15].Также окислительный стресс вызывает вы-сокая концентрация тяжелых металлов в почве.Различные формы мышьяка способны напрямуюгенерировать активные формы кислорода, осо-бенно при окислительно-восстановительных транс-формациях. Кроме того, мышьяк способен снижатьактивность ключевых антиоксидантных ферментов,связываясь с ними через тиоловые группы [16]. Влитературных источниках описана способностькадмия к индукционному образованию активныхкислородных радикалов, к которым относятсупероксид, гидроксильные радикалы и перекисьводорода [17, 18].Для защиты растений от окислительного стрессаприменяют обработку различными химическимивеществами. R. Khademi Astaneh с соавторами ис-пользовал нитропусид натрия в качестве источникаэкзогенного азота у чеснока Allium sativum L. Ис-следование показало, что нитропусид способензащищать клетки от окислительного поврежденияза счет активизации антиоксидантных фермен-тов [15]. M. Rizwan и соавторы исследовали влияниенаночастиц цинка и железа на рост пшеницы вусловиях окислительного стресса, вызванного кад-мием. Согласно полученным данным наночастицы(как кадмия, так и железа) способствовали снижениюокислительного стресса [19]. В работе C. Kaya и др. вкачестве источника экзогенного азота использовалсямелатонин – гормон с антиоксидантной активностью.Исследования показали, что мелатонин снижаетсодержание перекиси водорода и малонового диаль-дегида в растениях, подвергшихся воздействиюкадмия, не менее чем на 30 %. Однако полностьюустранить окислительный стресс не удалось [20].Несмотря на успешное применение химическихвеществ в сельскохозяйственной деятельности,использование описанных методов связано сэкологическими рисками. Распространение нано-частиц в окружающей среде может представлятьпотенциальную опасность для здоровья населения.Данных о безопасности использования таких мате-риалов мало, поэтому необходимо проведениедополнительных исследований в данной облас-ти [21]. Не только наночастицы, но и другиехимические вещества представляют собой эко-логическую угрозу. Существуют данные о том, чтоиспользование химических веществ в сельскомхозяйстве способно вызывать вторичное загрязне-ние почв, что способствует развитию стресса урастений [22–24].Более экологичным методом снижения окис-лительного стресса у растений является применениемикроорганизмов. В литературе описаны случаиуспешного применения микроорганизмов для сни-жения окислительного стресса. Например, некоторыештаммы Rhizobia стимулируют неферментативныеантиоксиданты в ткани Paullinia pinnata. Исследова-ния показали, что инокуляция ризобактериямиповышала уровень глутатиона, проантоцианидина,753Милентьева И. С. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2022. Т. 52. № 4. С. 750–761флаваноидов и аскорбиновой кислоты. Окислитель-ный стресс в исследовании вызван дефицитом азотаи избыточным содержанием никеля в почве [9]. Вработе J. Chen и соавторов описан положительныйопыт применения арбускулярной микоризы, кото-рая регулировала антиоксидантную активность влистьях и корнях Robinia pseudoacacia, выращенныхв условиях окислительного стресса, обусловленногозасолением [25].Перспективность использования микроорганиз-мов в сельском хозяйстве обусловлена их спо-собностью к синтезу фитогормонов [11]. Данныевещества не только регулируют рост и развитиерастений, но и активизируют их антиоксидант-ную систему защиты [26, 27]. Например, индол-3-уксусная кислота способна изменять экспрессиючувствительных к стрессу генов, что приводит кувеличению антиоксидантного потенциала за счетсинтеза каталазы, супероксиддисмутазы и перокси-дазы [28]. Индол-3-уксусная кислота – перспектив-ный агент для снижения окислительного стресса.Однако ее невозможно включить в удобрения из-занизкой стабильности и быстрого разложения [29].Поэтому актуальна разработка препаратов на ос-нове микроорганизмов-продуцентов индол-3-уксус-ной кислоты, которые будут синтезировать данноевещество непосредственно на обрабатываемойтерритории.Целью работы являлось изучение антиок-сидантных свойств штаммов микроорганизмов,выделенных с территории антропогенного загряз-нения для создания биопрепарата, уменьшающе-го окислительный стресс сельскохозяйственныхрастений.Объекты и методы исследованияОбъектом исследования являлись микроорга-низмы, выделенные из образцов почв, отобранныхна территории Таежного поля ОАО «УК «Кузбасс-разрезуголь «Талдинский угольный разрез» (рис. 1).Отбор образцов техногенных почв осуществлялив осенний период в соответствии с ГОСТ 17.4.4.02-2017. Выделение микроорганизмов производилина мясопептонном бульоне. Культивирование про-водили в течение 48 ч при 30 °С. Для выделения чис-тых культур осуществляли посев культуральнойжидкости глубинным способом на мясопептон-ный агар. Питательную среду стерилизовали притемпературе 130 °С и давлении 2 атм в течение 1,5 ч.Посевы культивировали в термостате ПЭ-5З00ВИ(«ЮНИТЭК», Россия) в течение 18 ч при 30 °С. Затемединичные колонии пересевали на среду аналогич-ного состава методом истощающего штриха.Для изучения культуральных признаков произ-водили посев суспензии выделенных микроорганиз-мов с низкой концентрацией на мясопептонный агарглубинным способом, а затем культивировали 18 чпри 30 °С.Биохимические свойства клеточной стенкимикроорганизмов определяли методом Грамма.Морфологические признаки исследовали микро-скопированием.Антиоксидантную активность определяли пометодике A. Parsa и S. A. Salout [30]. В качестве пи-тательной среды использовали мясопептонныйбульон. Культивирование проводили в течение 48 чпри 30 °С. Полученную суспензию центрифугиро-вали в течение 5 мин при 10 000 об/мин. Супернатантсмешивали с реактивом ABTS в соотношении 1:15.Оптическую плотность измеряли на спектрофотометрепри длине волны 754 нм. Раствором сравнения служилреактив ABTS («СигмаТек», Россия) со стерильнойсредой. Антиоксидантную активность рассчитывалипо формуле (1):ABTS ислABTSАОА A A 100A−= × (1)где АОА – антиоксидантная активность, %; АABTS –оптическая плотность реактива ABTS; Aисл –оптическая плотность исследуемого раствора.Количество индол-3-уксусной кислоты, синтези-руемой микроорганизмами, определяли по методи-ке L. G. Sarmiento-Lоpez и др. [31]. В 1,5 мл средымясопептонного бульона с 0,1 % L-триптофаномвносили 5 % бактериального консорциума. Термо-статировали в течение 48 ч, а затем центрифугиро-вали при 10 000 об/мин в течение 5 мин. 1 мл супер-натанта смешивали с 1 мл реагента Сальковского(0,1 г FeCl3, растворенный в 100 мл 50 % H2SO4)и выдерживали при комнатной температуре втечение 30 мин до окрашивания раствора в розовыйцвет. Оптическую плотность полученного раствораРисунок 1. Снимок со спутника на GOOGLMAPS Таежного поля ОАО «Угольная компания«Кузбассразрезуголь «Талдинский угольный разрез»Figure 1. Satellite image of the Taiga field developed byKuzbassrazrezugol Coal Company, Talda Coal Mine754Milentyeva I.S. et al. Food Processing: Techniques and Technology. 2022;52(4):750–761измеряли на спектрофотометре при 535 нм. Коли-чество индол-3-уксусной кислоты определяли покалибровочному графику ее стандартного растворав пределах от 1 до 40 мг/мл.Идентификацию микроорганизмов проводили сиспользованием автоматического микробиологичес-кого анализатора Vitek 2 Compact с использованиемкарт ID-GN (грамотрицательные микроорганизмы)и ID-GP (грамположительные микроорганизмы).Культуры выращивали на колумбийском агаре скровью в течение 48 ч при 30 °С, и затем готовилисуспензию штаммов с плотностью по МакФарландув пределах 2,70–3,30 [32].Биосовместимость штаммов осуществляли пометоду, описанному Г. С. Волковой и др. [33]. Чис-тые культуры выделенных микроорганизмов вы-саживали на среду мясопептонного бульона икультивировали 24 ч при 30 °С. Затем часть суспензиицентрифугировали при 10 000 об/мин 15 мин. Вчашки Петри с застывшей средой мясопептонногоагара вносили 1 каплю супернатанта и дожидалисьполного ее впитывания. Потом каплю исследуемогоштамма наносили с небольшим отступом от краяпервой капли таким образом, чтобы она зашла накаплю с супернатантом. Посев культивировали втечение 24 ч при 30 °С. Если в месте пересечениянаблюдали рост культур, то делали вывод о том, чтометаболиты первой культуры не подавляют ростисследуемого штамма. Контролем служила областьна среде, где исследуемая культура не соприкасаласьс супернатантом [33].Определение антиоксидантной активности иколичества синтезируемой индол-3-уксусной кислотыконсорциумом определяли по вышеописаннымметодам.Для определения прироста биомассы использо-вали методику Р. Г. Геворгиза и др. [34]. Чистыекультуры высаживали на мясопептонный бульон икультивировали в течение 48 ч при 30 °С. Все чистыекультуры добавляли в определенных пропорциях.После культивирования определяли оптическуюплотность на спектрофотометре при длине волны554 нм.Работа была выполнена с использованиемоборудования ЦКП «Инструментальные методыанализа в области прикладной биотехнологии» набазе КемГУ.Результаты и их обсуждениеИз образцов почв выделили 10 чистых культурмикроорганизмов. Культуральные и морфологическиепризнаки представлены в таблице 1.Рост исследуемых микроорганизмов на чашкахПетри представлен на рисунке 2.По результатам морфологического исследованиявыявлено, что наибольшее количество выделенныхмикроорганизмов являются грамотрицательными(60 %). Бациллы составили 60 %, кокки – 30 %,диплококки – 10 %. Спорообразующие бактерии –(70 %). Подвижных и неподвижных микроорга-низмов равное количество.Отбор выделенных штаммов в состав консор-циума осуществляли в соответствии с антиокси-дантной активностью. Результаты исследованияантиоксидантной активности выделенных штаммовпредставлены таблице 2.Для дальнейших исследований отобраны образцы№ 2–6 и 8–10. Антиоксидантная активность данныхштаммов превышала 70 %. Помимо антиоксидантнойактивности в защите растений от окислительногостресса участвуют фитогормоны. Например, индол-3-уксусная кислота – гормон класса ауксинов,обладающих высокими антиоксидантными свойст-вами [26]. Исследование способности абориген-ных микроорганизмов к синтезу индол-3-уксуснойкислоты представлено в таблице 3.Согласно полученным данным наибольшееколичество индол-3-уксусной кислоты синтези-ровали штаммы № 2, 3, 6 и 8. Данные микроорга-низмы отобраны для идентификации. Физиолого-биохимические особенности микроорганизмов пред-ставлены в таблице 4.Полученные результаты подтверждаются лите-ратурными данными. Z. Wu и соавторы в своемисследовании выяснили, что бактерия Klebsiellaoxytoca обладает высокими антиоксидантнымисвойствами [35]. A. S. Pavlova с соавторами доказала,что данный микроорганизм синтезирует индол-3-уксусную кислоту и способен увеличивать рострастений [36]. Штамм Enterobacter в исследованииZ. Saeed и др. способствовал защите растения отокислительного стресса за счет увеличения коли-чества антиоксидантных ферментов [37]. В ис-следовании B.-X. Zhang с соавторами вышеупомя-нутый микроорганизм, выделенный из эндофитовкукурузы в Китае, синтезировал индол-3-уксуснуюкислоту, концентрация которой в питательнойсреде составила 0,2 мг/мл [38]. S. Alipour Kafi исоавторы выделили штамм Pseudomonas putidaиз ризосферной почвы. Их исследование показало,что добавление данного микроорганизма в почвуувеличивает выход антиоксидантных ферментов, атакже способствует лучшему нарастанию биомассырастений [39]. J. H. J. Leveau и S. E. Lindow выяснили,что из 4,5 мМ L-триптофона P. putida синтезируется0,05 мМ индол-3-уксусной кислоты [40]. Bacillusmegaterium в работе F. Pei и др. выделен из почвс виноградников Китая. Данный микроорганизмсинтезирует экзополисахариды, обладающие высо-кими антиоксидантными свойствами [41]. В иссле-довании B. Ali и др. B. megaterium, выделенныйиз ризосферы растений, синтезировал 0,003 мг/млиндол-3-уксусной кислоты в среде L-бульона сдобавлением 1 мг/мл L-триптофана [42]. Более755Милентьева И. С. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2022. Т. 52. № 4. С. 750–761Таблица 1. Культуральные и морфологические признаки микрооргани змовTable 1. Cultural and morphological characteristics of microorganisms№ аборигенногомикроорганизмаПризнакиКультуральные Морфологические1 Белые, матовые, приподнятые, округлые с ровнымикраями колонии с диаметром 3 ммКороткие бациллы размером в среднем0,5×0,3 мкм, грамотрицательные,спорообразующие, подвижные2 Колонии светло-бежевого цвета, глянцевые, выпуклые,округлой формы с ровными краями, в среднемдиаметр составляет 2,5 ммБациллы размером в среднем 1,4×0,7 мкм,грамотрицательные, спорообразующие,неподвижные3 Колонии белесого цвета, масляные, приподнятые,округлые с ровными краями, диаметр в среднемсоставляет 1 ммКороткие бациллы с закругленнымикраями размером в среднем 2,0×0,7 мкм,грамотрицательные, спорообразующие,подвижные4 Белесые, матовые, выпуклые, округлые с ровнымикраями колонии с диаметром 1 ммКокки диаметром в среднем 0,6 мкм,грамположительные, спорообразующие,неподвижные5 Колонии белесого цвета, масляные, округлой формыс ровными краями, приподнятые, диаметр составляетв среднем 3 ммКокки диаметром в среднем 0,6 мкм,грамотрицательные, неспорообразующие,неподвижные6 Колонии белого цвета, глянцевые, выпуклые,округлой формы с неровными краями, в среднемдиаметр составляет 1,5 ммБациллы размером в среднем 3,0×0,8 мкм,грамотрицательные, неспорообразующие,подвижные7 Желтые, масляные колонии округлой формы сровными краями, приподнятые, диаметр равен 2 ммДиплококки диаметром в среднем 0,5 мкм,грамотрицательные, спорообразующие,неподвижные8 Колонии прозрачные, матовые, выпуклые, округлойформы с неровными краями, диаметр равен 2 ммБациллы с закругленными концами размеромв среднем 3,5×0,5 мкм, грамположительные,спорообразующие, подвижные9 Колонии белого цвета, матовые, округлой формы сровными краями, приподнятые, диаметр составляетв среднем 3 ммКокки диаметром в среднем 0,6 мкм,грамположительные, неспорообразующие,неподвижные10 Желтые, глянцевые колонии округлой формы сровными краями, выпуклые, диаметр равен 1,5 ммБациллы размером в среднем 1,0×0,4 мкм,грамположительные, спорообразующие,подвижныеРисунок 2. Рост исследуемых микроорганизмов в чашке Петри на ср еде МПА, где 1–10 – номера исследуемыхштаммовFigure 2. Microorganisms in a beef-extract agar medium: 1–10 are the strain numbers1 2 3 4 56 7 8 9 10756Milentyeva I.S. et al. Food Processing: Techniques and Technology. 2022;52(4):750–761Таблица 2. Антиоксидантная активность выделенныхаборигенных микроорганизмовTable 2. Antioxidant activity of isolated native microorganisms№ аборигенногомикроорганизмаАнтиоксидантная активность, %1 67,21 ± 3,082 87,23 ± 4,213 89,15 ± 4,104 71,56 ± 3,395 76,20 ± 3,206 91,05 ± 4,177 68,29 ± 3,128 83,37 ± 3,989 71,84 ± 3,4610 86,36 ± 4,05Таблица 3. Синтез индол-3-уксусной кислотывыделенными микроорганизмамиTable 3. Synthesis of indole-3-acetic acid by isolatedmicroorganisms№ аборигенногомикроорганизмаКоличество синтезируемойиндол-3-уксусной кислоты,мг/мл питательной среды2 15,24 ± 0,693 13,08 ± 0,534 9,37 ± 0,345 9,82 ± 0,386 12,61 ± 0,418 11,58 ± 0,449 9,23 ± 0,4110 8,91 ± 0,32Таблица 4. Физиолого-биохимические признаки микроорганизмовTable 4. Physiological and biochemical profile of microorganismsСубстрат K.oxytocaE.aerogenesP.putidaB.megateriumСубстрат K.oxytocaE.aerogenesP.putidaB.megateriumAla-Phe-Proarylamidase– – – + L-malateassimilation+ – + +H2S – – – – D-glucose + + + +Beta-glucosidase + + – + D-mannose + + – –L-prolinearylamidase– – + – Tyrosinearylamidase– – + +Saccharose/sucrose – + – – Citrate (sodium) + + + –L-Lactatealkalinisation+ + + – Beta-N-acetylgalactosaminidase– + – +Glycinearylamidase+ – – – L-histidineassimilation+ – + +O/129 resistancecomp. vibrio)+ + + + Ellman – – – +Adonitol + + – + D-Cellobiose + + – –Beta-N-acetylglucosaminidase– + – – Gamma-glutamyltransferase+ – + +D-maltose + + – – Beta-xylosidase + + – –Lipase – – – + Urease + – – –D-tagatose + + – + Malonate + + – –Alpha-glucosidase – – – + D-trehalose + + – +Ornithinedecarboxylase– + – – Coumarate – – + –Glu-Gly-Argarylamidase– – – + L-lactateassimilation+ – + +L-pyrrolydonylarylamidase+ – – + Beta-galactosidase + + – +Glutamylarylamidase pNA– – – – Fermentation/glucose+ – – –D-mannitol + + – + Phosphatase + – – +Palatinose + + – + D-sorbitol + + – –Lysinedecarboxylase+ – – – 5-keto-Dgluconate+ – – +Succinatealkalinisation+ – + + Beta-alaninearylamidase pNA– – + –Alpha-galactosidase + + – + Betaglucoronidase– – – –L-Arabitol – + – +757Милентьева И. С. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2022. Т. 52. № 4. С. 750–761без глицина и с его добавлением в количестве 1, 2и 5 %. Результаты исследования нарастания био-массы и антиоксидантной активности биопрепаратапредставлены в таблице 7.Наиболее оптимальной по соотношению антиок-сидантной активности и нарастанию биомассыявляется среда мясопептонный бульон + 2 % глицина(далее среда А). Предшественником индол-3-уксус-ной кислоты является L-триптофан, поэтому добав-ление его в питательную среду способствует увеличе-нию количества синтезируемого фитогормона [29].Для подтверждения гипотезы готовили питательнуюсреду А с добавлением 0,1, 0,2 и 0,5 % L-триптофана.высокий выход индол-3-уксусной кислоты можетбыть связан с тем, что исследуемые штаммы выделеныс техногенно нарушенных территорий в Кемеровскойобласти.Для создания биопрепарата изучали биосовмес-тимость идентифицированных микроорганизмов.Результаты представлены в таблице 5.Согласно результатам исследования штаммK. oxytoca подавляет рост P. putida и B. megaterium,а его рост подавляют метаболиты Enterobacter aerogenes.На рост P. putida положительно влияют всеисследуемые микроорганизмы, но он подавляет ростK. oxytoca. Метаболиты, синтезируемые E. aerogenes,подавляют рост только B. megaterium. Штамм B.megaterium негативно влияет на рост K. oxytoca.Можно сделать вывод о том, что биосовместимымиявляются P. putida с E. aerogenes и B. megaterium.В исследовании составлено шесть вариантов кон-сорциумов, представленных на рисунке 3.Для всех исследуемых консорциумов определялиприрост биомассы и антиоксидантную активность.Результаты исследования представлены в таблице 6.Из таблицы 6 видно, что наибольшей антиок-сидантной активностью обладает консорциум А–2,содержащий P. putida и E. aerogenes в соотноше-нии 2:1. Для создания биопрепарата необходимоподобрать среду с наибольшим выходом биомассыи антиоксидантной активности. По литературнымданным для увеличения синтеза веществ, обладаю-щих антиоксидантными свойствами, в питательнуюсреду добавляют глицин [43]. Для сравнения гото-вили питательную среду мясопептонного бульонаРисунок 3. Варианты консорциумов: А – консорциумPseudomonas putida с Enterobacter aerogenes;В – консорциум Pseudomonas putida с Bacillusmegaterium; 1 – соотношение 1:1, 2 – соотношение 2:1,3 – соотношение 1:2Figure 3. Consortia: A – Pseudomonas putida + Enterobacteraerogenes; C – Pseudomonas putida + Bacillus megaterium;1 – 1:1, 2 – 2:1, 3 – 1:2А–1; В–1 А–2; В–2 А–3; В–3Таблица 5. Результаты определения биосовместимости штаммовTable 5. Microbial biocompatibilityМикроорганизм Klebsiella oxytoca Enterobacter aerogenes Pseudomonas putida Bacillus megateriumKlebsiella oxytoca + – –Enterobacter aerogenes – + +Pseudomonas putida + + +Bacillus megaterium – – +Таблица 6. Результаты исследования сконструированных консорциум овTable 6. Properties of the new consortiaВариантыконсорциумовАнтиоксидантная активность, % Количество синтезируемойиндол-3-уксусной кислоты,мг/мл питательной средыПрирост биомассы,оптическая плотностьА–1 88,34 ± 4,12 14,90 ± 0,64 0,49 ± 0,02А–2 94,52 ± 4,28 15,23 ± 0,56 0,51 ± 0,02А–3 81,76 ± 3,86 12,54 ± 0,71 0,42 ± 0,01В–1 89,58 ± 4,05 14,08 ± 0,56 0,38 ± 0,01В–2 92,81 ± 4,49 16,71 ± 0,63 0,46 ± 0,02В–3 87,66 ± 3,97 11,39 ± 0,38 0,50 ± 0,02758Milentyeva I.S. et al. Food Processing: Techniques and Technology. 2022;52(4):750–761А – P. putida с E. aerogenes и В P. putida сB. megaterium. Соотношение микроорганизмов ввыбранных консорциумах: 1 – 1:1, 2 – 2:1, 3 – 1:2соответственно.Наибольшей антиоксидантной активностьюобладал консорциум А–2 (94,52 %), количествомсинтезируемой индол-3-уксусной кислоты – В–2(16,71 мг/мл питательной среды), нарастаниембиомассы – А–2 (0,51). Таким образом, для защитысельскохозяйственных культур от окислительногостресса и лучшей выживаемости выбрали консорциумА–2, несмотря на меньшую способность к синтезуиндол-3-уксусной кислоты, чем В–2. Однако А–2характеризуется более высокой антиоксидантнойактивностью и приростом биомассы.Для увеличения антиоксидантных свойств в мясо-пептонный бульон добавили глицин в 3 вариантах:1, 2 и 5 % от объема питательной среды. Наи-большая антиоксидантная активность выявленана среде с добавление 2 % глицина (96,81 ± 4,35),что выше на 2,34 % контрольного образца (мясопеп-тонный бульон без добавления глицина). Приростбиомассы составил 0,54 ± 0,02. Таким образом, длясоздания биопрепарата в среду мясопептонногобульона следует вносить 2 % глицина (среда А).Чтобы увеличить содержание индол-3-уксуснойкислоты в среду А добавляли L-триптофон вколичестве 0,1, 0,2 и 0,5 %. По результатам ис-следования в среде А + 0,5 % L-триптофона био-препарат синтезирует в 1,2 раза больше индол-3-уксусной кислоты по сравнению с контролем(мясопептонный бульон).Можно сделать вывод о том, что консорциумP. putida с E. aerogenes в соотношении 2:1 об-ладает большой антиоксидантной активностью,Для сравнения использовали среду мясопептонно-го бульона. Результаты исследования нарастаниябиомассы, антиоксидантной активности и количествасинтезируемой индол-3-уксусной кислоты биопре-паратом представлены в таблице 8.Таким образом, оптимальный состав среды длябиопрепарата: 3 г пептона, 3,3 г мясного экстракта,1,5 г натрия хлорнокислого, 3,1 г глицина, 1,6 гL-триптофана и 300 мл дистиллированной воды.ВыводыИз почв техногенно нарушенных террито-рий выделили 10 штаммов микроорганизмов.На основании результатов исследования ан-тиоксидантной активности отобрано 8 перс-пективных микроорганизмов. У образцов № 6антиоксидантная активность равна 91,05 %, № 2и 3 превышает 85 %, № 8 – 83,36 %, № 4 и 9превышает 70 %.Анализ количества синтезируемой индол-3-уксусной кислоты показал, что перспективнымиштаммами для составления консорциума являют-ся микроорганизмы № 2, 3, 6 и 8. Наибольшее коли-чество индол-3-уксусной кислоты синтезировал№ 2 (15,24 мг/мл питательной среды).В соответствии с данными, полученными наавтоматическом микробиологическом анализаторе,выявили, что № 2 является Klebsiella oxytoca,№ 3 – Enterobacter aerogenes, № 6 – Pseudomonasputida, № 8 – Bacillus megaterium. Несмотряна то что K. oxytoca обладает достаточно высо-кими характеристиками, данный штамм не совмес-тим с другими. Биосовместимыми оказалисьP. putida с E. aerogenes и с B. megaterium. Ва-рианты исследуемых консорциумов следующие:Таблица 8. Результаты исследования биопрепаратаTable 8. Consortium of Pseudomonas putida and Enterobacter aerogenesВариантыконсорциумовАнтиоксидантнаяактивность, %Количество синтезируемойиндол-3-уксусной кислоты,мг/мл питательной средыНарастание биомассы,оптическая плотностьМясопептонный бульон 94,30 ± 4,08 15,13 ± 0,56 0,50 ± 0,02Среда А + 0,1 % L-триптофана 96,05 ± 4,56 16,02 ± 1,02 0,56 ± 0,03Среда А + 0,2 % L-триптофана 94,63 ± 4,63 16,84 ± 0,75 0,49 ± 0,01Среда А + 0,5 % L-триптофана 97,18 ± 4,67 18,01 ± 0,91 0,63 ± 0,02Таблица 7. Результаты исследования биопрепаратаTable 7. Consortium of Pseudomonas putida and Enterobacter aerogenesВарианты консорциумов Антиоксидантная активность, % Прирост биомассы, оптическая плотностьМясопептонный бульон 94,47 ± 4,53 0,50 ± 0,02Мясопептонный бульон + 1 % глицина 95,35 ± 4,20 0,56 ± 0,03Мясопептонный бульон + 2 % глицина 96,81 ± 4,35 0,54 ± 0,02Мясопептонный бульон + 5 % глицина 92,23 ± 4,04 0,49 ± 0,02759Милентьева И. С. [и др.] Техника и технология пищевых производств. 2022. Т. 52. № 4. С. 750–761а также высоким содержанием идол-3-уксуснойкислоты в культуральной жидкости. Добавлениев мясопептонный бульон 2 % глицина и 0,5 %L-триптофона увеличивает антиоксидантную актив-ность на 2,88 %, индол-3-уксусную кислоту –на 3,12 мг/мл питательной среды по сравнению смясопептонным бульоном. Для создания биопрепа-рата оптимально культивирование консорциума всреде мясопептонный бульон + 2 % глицина + 0,5 %L-триптофана.В дальнейшем планируется исследовать влияниеразработанного биопрепарата на рост и развитиерастений. Данные исследования необходимы дляустановления способности препарата снижать окис-лительный стресс у растений и влиять на всхожестьи урожайность сельскохозяйственных культур.Критерии авторстваАвторы в равной степени участвовали в написа-нии рукописи и несут равную ответственность заплагиат.Конфликт интересовАвторы заявляют об отсутствии конфликта инте-ресов в данной публикации.